UNIVERSIDAD NACIONAL MICAELA BASTIDAS DE APURIMAC
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
PLAN
DE TESIS
TITULO: PREVALENCIA DE MONIEZIA SPP. EN OVINOS (OVIS ARIES) DEL DISTRITO DE CHACOCHE, ABANCAY 2016.
AUTOR: SAUL UTANI CAYLLAHUA
Abancay, Perú
2016
I.
INTRODUCCIÓN
La presente monografía
trata principalmente sobre la importancia de la
moniezia spp. Que tiene en la
producción de la ovinocultura ya que esta actividad es muy importante en la
región debido a que genera ingresos económicos, en las familias del sector rural para el
sustento de sus hogares. Si no se tiene un control adecuado esta especie de
parásitos generan grandes pérdidas económicas la cual se ve influenciado en la
menor ganancia de peso vivo del animal.
La docilidad,
fácil manejo e instinto gregario de los ovinos, permiten su crianza en pequeños
rebaños en propiedad de modestos campesinos. El 43% de la población ovina
nacional se encuentran en hatos de 5 a 50 ovinos, dónde los niños y las amas de
casa se encargan del cuidado y su manejo. La crianza ovina permite a las
familias campesinas obtener de su crianza carne para el autoconsumo y la venta,
lana para elaborar prendas de vestir y abrigo, estiércol para abonar los
cultivos y pieles para el abrigo de su familia, por lo que constituye una
fuente importante de ingresos económicos para los criadores (Aliaga, s.f).
El objetivo de
esta monografía fue recopilar todos los datos necesarios para considerar en la
revisión bibliográfica del proyecto de tesis que he realizado que tiene como
título prevalencia de la Moniezia spp. En ovinos (ovis aries) en la cual
detallamos sobre las características morfológicas de la Moniezia spp., sobre la forma
reproductiva que tiene este cestodo y sobre las posibles lesiones que podría ocasionar en los ovinos. También consideramos las
principales métodos de recogida de muestras y para su posterior análisis en el
laboratorio.
II.
MARCO
TEÓRICO
2.4.
Antecedentes
Los resultados obtenidos por (Ensuncho et
al, 2014) en la región del Caribe colombiano, en los municipios de
Montería, San Carlos, San Pelayo y Cereté del departamento de Córdoba,
Colombia. La prevalencia de Moniezia spp fue del 5.17 %. El objetivo fue
determinar la prevalencia y grado de infección por tricostrongilidos que
afectan a ovinos de pelo en cuatro Municipios del departamento de Córdoba,
Colombia, se examinó mediante técnica de
Mc Master, un total de 174 animales (de ambos sexos), distribuidos en cinco
categorías productivas: levante (4 a 12 meses), hembras lactantes, hembras
preñadas, hembras vacías y sementales, durante tres meses. Se realizaron
coprocultivos calculándose la prevalencia y carga parasitaria, además de
validar en las condiciones estudiadas el método Famacha®. Se concluye
que los ovinos de pelo en las condiciones de manejo en el departamento de
Córdoba presentan una elevada frecuencia de infecciones por nematodos
gastrointestinales.
En la investigación realizada por (González et al, 2011). En Tabasco, México la prevalencia de
Moniezia spp. Fue del 6.2% de los
animales sacrificados provenientes de Veracruz y Tabasco. El objetivo de esta
investigación fue conocer la prevalencia de parásitos en ovinos sacrificados en
un rastro en el estado de Tabasco. Se realizó la recuperación y conservación en
formol de parásitos adultos presentes en el tracto gastrointestinal, para su
posterior conteo e identificación. Los conteos de nematodos adultos por especie
se transformaron a Log + 1 para disminuir la varianza, y se realizó el análisis
con el procedimiento GLM del SAS en el cual se incluyeron como fuentes de
variación: origen, sexo, estado fisiológico y mes de muestreo. De los factores
estudiados, el mes de sacrificio y el origen de los animales afectaron la
prevalencia de parasitosis en los ovinos al sacrificio.
La investigación realizada por (Pulido et al, 2014), en Toca-Colombia, determina que la prevalencia de la
Moniezia spp. Es de 1.1%. El
objetivo fue identificar los principales huevos y quistes de parásitos
gastrointestinales presentes en las muestras de materia fecal tomadas en
diferentes explotaciones ovinas del municipio de Toca Boyacá, se colectaron 90
muestras de materia fecal extraídas directamente del recto de ovinos de raza
criolla, con el fin de identificar microscópicamente huevos y quistes de
parásitos gastrointestinales. Los animales muestreados pertenecían a unidades
familiares agropecuarias que no superaban los 20 animales. Las muestras se
procesaron por la técnica de Ritchie modificada; el tipo de estudio aplicado
fue de corte transversal simple y se realizó un análisis descriptivo para determinar
la prevalencia en porcentaje de cada uno de los parásitos. El conocimiento de
la distribución y diversidad de la fauna parasitaria de los ovinos en Toca,
Colombia, es un avance de gran importancia para establecer programas de
erradicación y control de las principales parasitosis de los pequeños
rumiantes, contribuyendo así a evitar las pérdidas económicas que ocurren con
la presencia de estos.
2.5.
Bases
teóricas
2.5.1.
Importancia
del ovino
La crianza ovina en el Perú tiene
importancia económica, social y ecológica. La importancia económica y social,
radica en la población ovina nacional de aproximadamente 14 millones de
cabezas, que ubica al Perú en el segundo país de mayor población ovina en
América después de Brasil. Esta población produce 31,758 t de carne y 12,938 t
de lana y 2’507,475 unidades de cuero por año generando ingresos económicos
para la subsistencia de 535 mil familias campesinas; asimismo, generan ingresos
de divisas radica al país por concepto de exportación de lanas y pieles. La
importancia ecológica en que el 96.2% de la población ovina se cría en la
sierra alimentándose con pastos naturales que crecen en 14 millones de
hectáreas no aptos para la agricultura. De este modo, mediante el pastoreo de
rumiantes como los ovinos, vacunos y camélidos se posibilita el uso racional,
económico y ecológico de los recursos naturales del ecosistema altoandino, que
debido al poco peso de los ovinos no compactan y no erosionan al suelo (Aliaga,
s.f).
La docilidad, fácil manejo e instinto
gregario de los ovinos, permiten su crianza en pequeños rebaños en propiedad de
modestos campesinos. El 43% de la población ovina nacional se encuentran en
hatos de 5 a 50 ovinos, dónde los niños y las amas de casa se encargan del
cuidado y su manejo. La crianza ovina permite a las familias campesinas obtener
de su crianza carne para el autoconsumo y la venta, lana para elaborar prendas
de vestir y abrigo, estiércol para abonar los cultivos y pieles para el abrigo
de su familia, por lo que constituye una fuente importante de ingresos
económicos para los criadores (Aliaga, s.f).
Los ovinos tienen enorme versatilidad de
supervivencia bajo cualquier clima, desde los más fríos hasta los más
calurosos. Por esta razón, en el Perú la crianza de ovinos está difundida en
costa, sierra y selva. La carne ovina siempre ha sido considerada en todas
partes del mundo como una de las principales fuentes proteicas en la dieta
alimenticia del hombre. La nueva tendencia de la crianza ovina en el mundo y el
Perú es producir carne, por lo que se buscan razas adecuadas con buena
rusticidad, precocidad, poliestricidad anual y prolificidad (Aliaga, s.f).
Los ovinos pueden pastorear en terrenos
con mucha pendiente (cerros), allí donde los vacunos no pueden pastorear,
además debido a su poco peso no compactan ni erosionan el suelo. Finalmente, la
crianza de ovinos puede ser un complemento de la actividad agrícola y forestal
mediante sistemas agrosilvopastoriles, muy de moda en países de climas
tropicales. Todo esto convierte a los ovinos en compañero inseparable del
hombre de campo en su diario quehacer (Aliaga, s.f).
2.5.2.
Taxonomía
de ovino
La oveja doméstica es un pequeño rumiante (ovis aries) excelente productor de carne
y lana. El ovino puede soportar altas y bajas temperaturas tendiendo dificultades
en los lugares húmedos.
CLASIFICACIÓN
TAXONÓMICA DE LOS OVINOS
Reino: Animal
Subreino: Vertebrados
Clase: Mammalia (mamíferos)
Orden: Artiodactyla
Rama: Rumiantes
Familia: Bovidae
Subfamilia: Caprinae
Género: Ovis
Especie: aries
Reino: Animal
Subreino: Vertebrados
Clase: Mammalia (mamíferos)
Orden: Artiodactyla
Rama: Rumiantes
Familia: Bovidae
Subfamilia: Caprinae
Género: Ovis
Especie: aries
2.5.3.
Parasitosis gastrointestinales
La importancia de las enfermedades parasitarias
gastrointestinales en todos los sistemas de producción animal, está determinada
por la magnitud del daño productivo y económico que ocasionan. Estimaciones
realizadas en el país para evaluar las pérdidas económicas producidas por esta
enfermedad, indican que las mismas estarían alrededor de los 200 millones de
pesos anuales. Si bien el efecto negativo puede visualizarse más claramente a
través de la pérdida de terneros, categoría más susceptible, el perjuicio más
importante es generalmente solapado y se relaciona con la disminución de la
ganancia de peso de los animales y de la producción por unidad de superficie.
(Cruz et al. 2010).
Si bien el control de los parásitos
gastrointestinales ocasiona un incremento de los costos de producción, la
implantación de un programa de control resulta una práctica altamente
recomendable, dado que existe un alto retorno al capital invertido. (Cruz et
al. 2010).
2.5.4.
Cestodosis
Clasificación taxonómica de los Céstodos
Reino Animal
Clase Cestoidea
Subclase Eucestoda
Orden Cyclophylidea
Familia Anoplocephalidae Taenidae
Género y
especie Moniezia expansa (Ovinos,
cabras)
Moniezia
benedeni (Bovinos, ovinos)
Moniezia
expansa (Rudolphi, 1810)
M. expansa, se encuentra en el intestino
delgado de los bovinos, ovinos, caprinos y otros rumiantes en la mayoría del
mundo. Miden 6 cm de largo por 1.6 cm. El escólex mide de 0.3 a 0.8 mm. Las
cuatro ventosas son prominentes y los proglótidos son más anchos que largos;
cada uno tiene un par de órganos genitales; los ovarios y las glándulas
viltelógenas forman un anillo en torno a cada par. Los testículos ocupan los
espacios centrales del proglótidos o hacia los lados. El borde posterior de
cada proglótidos tiene una serie de glándulas interproglotidias formadas por pequeños
puntos en forma continua, limitado a la porción media. Los huevos tienen una
forma semejante a un triángulo en cuyo centro tienen un aparato piriforme bien
desarrollado; miden 56 a 67 micras de diámetro (Quiroz, 2007).
Moniezia
benedeni (Moniez, 1879)
M. benedeni, se encuentra también en el
intestino delgado de los rumiantes; difiere de anterior en que es más ancha,
mide 2.6 cm y las glándulas interproglotidias están representadas por pequeños
círculos en el borde inferior de los proglótidos con aspecto de cadena
discontinua ocupando mayor longitud, prácticamente llegan a la altura de los
pares genitales (Quiroz, 2007).
Ciclo
evolutivo
Los huevos salen en las heces o en los
proglótidos completos de los cuales son liberados al destruirse por acción
física. Deben ser ingeridos por acaros coprófagos de la familia Oribatidae, género Galumna, Oribatula, Peloribates, Protoscheloribates, Scheloribates,
Scutovertex y Sygoribatula, ahí
se libera el embrión y pasa a la cavidad
general en donde se desarrolla un cistecercoide. Los huéspedes definitivos se
infestan al ingerir pastiras contaminadas con estos acaros. En el tracto
digestivo los acaros son digeridos y una vez libres los cisticercoides,
evaginan, pierden la cola y se adhieren a la mucosa del intestino delgado para
desarrollar su estróbilo. Después de 5 ó 6 semanas aparecen los primeros
proglótidos grávidos; el periodo patente es de más o menos 3 meses (Quiroz,
2007).
Patogenia
Moniezia ejerce acción mecánica ocupando
un espacio en el intestino que en su ausencia debe ser ocupado por alimento.
Varios autores, consideran la acción irritativa de este parásito sobre todo
tratándose de especímenes de talla
grande, cuya acción sobre la mucosa puede en parte explicar las manifestaciones
de tipo entérico. A la acción toxica debida a la presencia y acción de los
productos metabólicos del parasito o de la destrucción de proglótidos se les
considera como responsables de las manifestaciones entéricas, así como los
problemas nerviosos que llegan a presentarse (Quiroz, 2007).
Lesiones
Las lesiones de la forma crónica son
anemia y caquexia, los edemas y la infiltración de serosas son discretas. En
forma aguda, principalmente en animales jóvenes, las lesiones locales consisten
en una inflamación más o menos importante en el intestino delgado; en algunos
casos la enteritis puede tener aspecto verdaderamente exudativo y otras veces
hemorrágico. La presencia de abundantes vermes hace posible su observación por
medio de la serosa (Quiroz, 2007).
2.5.5.
Identificación
de huevos de parásitos
2.5.6.
Recolección,
técnicas y procesamiento de muestras y análisis de la información.
Toma
de muestras y envío al laboratorio
Heces
Se debe intentar siempre que la recogida
de heces se realice directamente del recto del animal, para evitar así posibles
contaminaciones por nematodos de vida libre que se encuentran en el medio
ambiente, dificultando a veces el diagnóstico coprológico.
Las heces se depositan en un frasco
limpio con un algodón húmedo, o bien en bolsas herméticamente cerradas y en un
ambiente de humedad. Si las heces están secas, no se pueden utilizar para
diagnóstico, ya que los elementos de diseminación pueden estar deteriorados.
Una vez realizada esta operación, se recomienda el envío rápido al laboratorio
para su procesado.
Es muy importante que los botes o bolsas
estén debidamente etiquetados, completamente limpios, herméticamente cerrados y
se les incorpore una anamnesis completa de la explotación y/o del animal objeto
de estudio (Universidad de Extremadura, 2010).
EXAMEN COPROLÓGICO
Métodos
de enriquecimiento (cualitativos)
c.
Flotación
Este sistema se basa en lograr la
concentración de los elementos de diseminación (huevos, larvas y quistes) por
flotación en un líquido de mayor densidad que ellos.
La densidad de los elementos de
diseminación de los parásitos oscila generalmente entre 1,05 y 1,10. La
densidad de las soluciones empleadas, no debe ser excesivamente alta para que
no deformen los elementos parasitarios y para que no floten otras partículas
sólidas presentes en las heces (Universidad de Extremadura, 2010).
Flotación
en solución saturada de NaCl
Probablemente sea la solución más empleada y la que
ofrece más ventajas. Tiene una densidad de 1,18 y se prepara hirviendo una
solución en exceso de sal común durante unos minutos. Se deja enfriar, se
filtra y se ajusta a la densidad indicada.
Técnica
– Se mezcla una pequeña cantidad de
heces con solución saturada de NaCl en un vial de paredes rectas (Fig. 1,
dibujo 1, 2 y 3).
– Con unas pinzas se disgregan
perfectamente las heces (Fig. 1, dibujo 4).
– A continuación se agrega suficiente
solución para que se forme un menisco convexo en la superficie del vial (Fig. 1,
dibujo 5).
– Sobre este menisco convexo, se coloca
un cubreobjetos con una superficie mínima de 18 × 18 mm, teniendo la precaución
de evitar que se formen burbujas de aire en la superficie del líquido de
flotación, o que floten porciones de heces sin disgregar (Fig. 1, dibujo 6). Si
esto último resulta difícil de evitar, la suspensión de heces se puede realizar
en otro recipiente y tras filtrarla mediante una doble gasa, se coloca en el
vial mediante una pipeta Pasteur.
– Se esperan 45 minutos y se recoge el
cubreobjetos, manteniéndolo en posición horizontal para que no se desprenda la
gota de solución salina que queda adherida al mismo. Con un movimiento suave se
coloca sobre un portaobjetos (Fig. 2) y se examina a 40x y 100x con el
diafragma cerrado. Debe examinarse sin dilación, ya que la solución salina de
la preparación se cristaliza por completo en pocos minutos.
– Cuando se dispone de una centrífuga,
la suspensión se puede centrifugar a 1.500 rpm durante 3 minutos. En los tubos
de centrífuga se coloca un cubreobjetos de la misma manera que se ha descrito
anteriormente. Se recoge el cubreobjetos, se deposita sobre un porta y se
observa al microscopio. Para la investigación de Giardia, Chilomastix, etc., se
colorea la preparación con lugol. Este procedimiento, si bien es más rápido, es
menos preciso que el anterior(Universidad de Extremadura, 2010).
Indicaciones
Es la técnica más empleada en cualquier
laboratorio de parasitología. Con ella se pueden observar la mayoría de los
huevos y larvas de nematodos, los ooquistes de coccidios y algunos huevos de
cestodos.
Sin embargo, no flotan los huevos de
trematodos, los cestodos seudofilideos, ni las larvas de nematodos pulmonares,
para los que habría que utilizar soluciones de mayor densidad.
Otras
soluciones empleadas para métodos de flotación
Solución al 33% de Sulfato de Zinc
(densidad de 1,33), solución al 35% de Sulfato Mag- nésico (densidad de 1,28),
solución de N2O3 Na (densidad de 1,360), solución de sacarosa (densidad 1,2).
Estas soluciones están recomendadas para el diagnóstico de las formas de
diseminación de mayor densidad, como Fasciola hepática en rumiantes,
Metastrongylus en cerdos, de Spirocerca lupi en el perro, etcétera(Universidad
de Extremadura, 2010).
d.
Sedimentación
Se trata de concentrar los posibles
elementos de diseminación existentes en las heces por simple gravedad.
Técnica
– Se mezclan varios gramos de heces con
agua hasta que la disgregación sea completa.
– Se pasa la suspensión a través de un
tamiz (doble gasa) en una copa de 500 cc y se llena seguidamente de agua hasta
aproximadamente 2,5 cm del borde.
– Añadir 2-3 gotas de Azul de Metileno o
Verde Malaquita (opcional). Esto teñirá los restos vegetales, pero no los
elementos de diseminación parasitarios, facilitando en gran medida su búsqueda
al microscopio óptico.
– Se deja reposar 30-40 minutos.
– Quitar el sobrenadante hasta la marca
de 100 cc y volver a llenar con agua hasta el mismo nivel.
– Se repite el procedimiento hasta que
el sobrenadante permanezca más o menos transparente (lo ideal es repetirlo 3 ó
4 veces).
– Para terminar este procedimiento, se
elimina el sobrenadante y se examina el sedimento al microscopio. Para ello, se
recogen al menos 9 gotas del sedimento con una pipeta Pasteur, las cuales se
depositan en un portaobjetos y se les coloca un cubreobjetos, visualizándose al
microscopio con el diafragma cerrado. También puede examinarse todo el
sedimento restante a pocos aumentos en una placa de Petri, buscando en el
esteromicroscopio (o un trichinelloscopio de pantalla) los huevos de Fasciola u
otros elementos de diseminación de tamaño considerable.
Indicaciones
Se recomienda el método de sedimentación
para el diagnóstico de quistes de amebas y ciliados, huevos de trematodos y de
cestodos seudofilídeos, ya que por su elevado peso no se detectan por las
técnicas usuales de flotación, anteriormente mencionadas.
Esta técnica tiene la ventaja de
recuperar todos los huevos de helmintos, larvas de nematodos, y quistes de
protozoos en condiciones de viabilidad y sin distorsión; no obstante tiene el inconveniente
de consumir excesivo tiempo y concentrar muy poco las formas parasitarias; de
tal forma, que es más difícil visualizarlas.
Los métodos de flotación y sedimentación
son técnicas cualitativas de concentración que se complementan y se utilizan sistemáticamente
ambas para el diagnóstico coprológico(Universidad de Extremadura, 2010).
Examen
cuantitativo (método de mcmaster)
Sirve para realizar una estimación
aproximada de la carga parasitaria, y por tanto se su posible significación
clínica, a través del número de ooquistes, huevos o larvas por gramo de heces.
La cámara de McMaster consta de dos
compartimentos independientes y abiertos lateralmente que están cubiertos por
un cubreobjetos.
Cada compartimento tiene una altura de
0,15 cm y en el cubreobjetos tiene trazado un cuadrado de 1 cm de lado,
dividido en calles para facilitar el contaje. Por tanto, el volumen que se
examina de cada cámara es de 0,15 cc (volumen total de 0,3 cc).
Su procedimiento es como sigue:
– Suspender cuidadosamente 2 gramos de
heces en solución saturada de NaCl hasta un volumen final de 60 ml
(aproximadamente 58 ml).
– Filtrar la suspensión por una doble
gasa, presionando finalmente sobre la malla. De esta forma, son eliminadas las
partículas más groseras.
– Agitar suavemente la suspensión, para
homogeneizarla perfectamente, con el objeto de distribuir uniformemente los
elementos de diseminación.
– Inmediatamente, llenar con una pipeta
los compartimentos de la cámara de McMaster, evitando que se formen burbujas de
aire (Fig. 3).
– Colocar la cámara de McMaster en el
microscopio, y dejarla reposar unos 5 minutos para que los elementos
parasitarios floten y acumulen en la parte superior de la cámara.
– Enfocar a 40 aumentos (objetivo 4x)
las líneas dibujadas en la parte superior de la cámara y centrar el campo en el
extremo de la primera calle. Sin mover la cámara, cambiar el objetivo de 4x a
10x (100 aumentos) y ajustar el enfoque. No debe intentar enfocar la cámara a
mayores aumentos, ni intentar enfocar su parte inferior, ya que podría romperla
con el objetivo del microscopio. Sólo debe realizar ligeras correcciones de
enfoque durante el recuento, tomando únicamente como referencia las líneas de
la cámara. No intente enfocar partículas que vea borrosas cuando las líneas
están bien enfocadas, ya que eso implica que están en un plano inferior de
enfoque (y que por tanto no están en el parte superior de la cámara).
– Realizar el contaje siguiendo las
calles o columnas marcadas en ambas cámaras. Como la suspensión de heces está
en la relación 1 g en 30 cc (2 g en 60 cc), y se examina un volumen total de
0,3 cc, este contaje equivale al examen de 0,01 g de heces. Por tanto, la
cantidad de elementos de diseminación por gramo de heces es la suma del contaje
de ambos compartimentos multiplicado por 100.
– Si el número de huevos u ooquistes en
cada calle es muy bajo, es conveniente repetir el contaje varias veces y
obtener la media. Por el contrario si es muy alto y difícil de contar, se
pueden contar una sola cámara, o sólo algunas calles, extrapolando el resultado
a las calles restantes, o bien repetir el contaje diluyendo parte de la
suspensión sobrante a un volumen apropiado según la intensidad de la
infestación, y multiplicar el contaje final por ese factor de dilución (por
ejemplo si diluimos la suspensión a examinar al 1/10, en contaje final se
deberá multiplicar por 10).
Con este método, por tanto, el recuento
mínimo es de 100 elementos de diseminación por gramo de heces. Esta
sensibilidad suele ser suficiente en la práctica, dado que los contajes
inferiores se corresponden a cargas parasitarias muy leves que no suelen tener
significación clínica.
Si se requiere una mayor sensibilidad,
un simple modificación consiste en duplicar el tamaño de la muestra de heces
sin modificar el volumen final (4 g de heces en 56 ml de solución salina) por
lo que el contaje de ambas cámaras se debe multiplicar por 50. Una ventaja
adicional de esta modificación es que la suspensión de heces sobrante se puede
emplear para rellenar unos viales con una pipeta Pasteur y realizar la técnica
de flotación a partir del punto indicado en el dibujo 5 de la figura 1. Esto
permite simplificar la rutina en el laboratorio, al aunar los primeros pasos de
ambos métodos y poder realizar simultáneamente ambas técnicas, con el
consiguiente ahorro de tiempo. Además, la flotación realizada de esta forma es
preferible, ya que se parte siempre de la misma cantidad de heces, y gracias al
filtrado se evita que algunas heces no se disgregan fácilmente en el vial o
queden partículas gruesas que floten y dificulten el examen del cubreobjetos.
Para una mayor sensibilidad se ha
descrito (FAO Animal Health Manual) otra modificación de este método
cuantitativo con una sensibilidad de hasta 20 huevos/g heces, con la ventaja
adicional de que tras la recogida y un procesamiento inicial, las muestras se
pueden mantener refrigeradas a 4 °C hasta 1 semana sin que se altere el número
de huevos en la muestra, lo que puede resultar conveniente cuando el número de
muestras a procesar es muy alto. El procedimiento es como sigue:
– Pesar 4 g de heces y añadirle 56 ml de
agua.
– Mezclar adecuadamente con una espátula
y dejar reposar 30 minutos para su correcta homogeneización.
– Filtrar la mezcla a través de una gasa
a un segundo vaso de precipitado e inmediatamente después verter 10 ml de esta
solución a un tubo de centrifuga.
– Centrifugar 7 minutos a 1.200 rpm.
– Retirar el sobrenadante, teniendo
cuidado de no remover el sedimento (en este paso se puede interrumpir el
proceso, conservando estos tubos con el sedimento en el refrigerador, hasta 7
días).
– Añadir al sedimento 4 ml de una
solución de flotación (solución salina sobresatura- da + glucosa) mezclando
cuidadosamente usando una pipeta Pasteur.
– Finalmente, rellenar la cámara
McMaster evitando la formación de burbujas y dejar 3-5 minutos para permitir la
flotación de todos los huevos. Se cuentan el total de huevos y el resultado se
multiplica por 20(Universidad de Extremadura, 2010).
2.6.
Marco
conceptual
Prevalencia:
Número
de casos de una enfermedad que están presentes en una población en un momento dado
(Dorland, 2010).
Incidencia:
Número
de casos nuevos de una enfermedad precisa en un periodo de tiempo determinado
(Dorland, 2010).
III.
CONCLUSION
En conclusión los datos recolectados servirán como una referencia para seguir las mismas
metodologías para realizar mi proyecto de tesis y poder determinar la
prevalencia de la Moniezia spp en ovinos.
En conclusión el
control inadecuado de la Moniezia spp. Genera perdida económicas en los
productores, esto se puede ver reflejado en el poco desarrollo de los ovinos y se conoce con certeza la prevalencia de estos
parásitos se puede realizar un control adecuado.
IV.
BIBLIOGRAFÍA
Aliaga,
s.f. Posibilidades del desarrollo de la
crianza ovina en el Perú.
Dorland, 2010. Diccionario médico.
McGRAW-HILL-INTERAMERICANA DE ESPAÑA.
Ensuncho et al, 2014. Prevalencia y grado de infección de nematodos gastrointestinales en
ovinos de pelo en pastoreo de cuatro municipios de Córdoba, Colombia.
González et al, 2011. Prevalencia de
parásitos gastrointestinales en ovinos sacrificados en un rastro de Tabasco,
México.
Pulido et
al, 2014. Pesquisa de parásitos gastrointestinales en pequeñas
explotaciones ovinas del municipio de Toca, Colombia.
Quiroz, 2007. Parasitología y
enfermedades parasitarias de a animales domésticos. México: Limusa, 2007. Pág.294-295.
Universidad de Extremadura, 2010. Manual Práctico de
Parasitología Veterinaria. Colección manuales uex - 69 (E.E.E.S.).
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